sábado, 22 de noviembre de 2008

TECNICAS PARA LA CONSERVACION EN SECO DE PREPARACIONES ANATOMICAS

Introducción
En 1958 el Museo de Anatomía de Rosario puso en Práctica un original sistema de trabajo, único por entonces en el país: el denominado “Museo Dinámico”. Promovido por quien fuera su Director, el Dr. Juan Carlos Fajardo, este sistema consiste esencialmente en el préstamo de material anatómico en forma similar al habitual de libros en una biblioteca.
Prestar piezas anatómicas suponía la necesidad de que éstas fueran fáciles de trasladar y manipular. Las únicas que reunían esas condiciones eran las preparaciones en seco.
Como carecíamos de experiencia en esta forma de conservación, fue necesario desarrollar prácticamente desde cero una técnica de este tipo.
Después de algunas experiencias de parafinización, iniciamos en 1960 trabajos de glicerinización, tratando de lograr un método que respondiera a las siguientes condiciones:
a. Efectiva conservación de las preparaciones.
b. Reproducción aceptablemente fiel de las características naturales de los tejidos conservados.
e. Simpleza de procedimientos, y facilidad de aplicación, aún contando con escasos recursos técnicos.
d. Uso de drogas comerciales comunes.
e. No debía requerir cámara frigorífica.
La técnica debía servir para conservar cualquier tipo de tejido animal. De sus objetivos excluíamos únicamente la conservación del Sistema Nervioso Central, cuya técnica de preparación fue objeto de una investigación especial.
Material y Método
a. Material cadavérico: Cadáveres humanos enteros no seleccionados, de muerte reciente, conservados previamente o no en cámara frigorífica. Cadáveres humanos eviscerados, proporcionados por la Cáte
* Preparador de la Facultad de Odontología — Cátedra Anatomía Topográfica y Descriptiva de Cabeza y Cuello. Instructor Jefe Trabajos Prácticos — Cátedra Anatomía Normal — Facultad de Ciencias Médicas. Instructor Museo de Anatomía. -
** Instructor de Anatomía Normal. Facultad de Ciencias Médicas.
dra de Anatomía Patológica. Trozos de cadáveres humanos y de animales domésticos de no más de 48 horas después de la muerte.
b. Drogas: Se utilizaron exclusivamente drogas de uso comercial, de especificaciones comunes.
c. Equipo para inyección intraarterial a presión constante: Consta de un frasco de vidrio de 20 litros de capacidad, con tapa y grifo de salida, colocado a 2,80 m de altura (2 m. por encima de la mesa de trabajo), y tubuladura de goma 1 cm. de sección conectada a una cánula metálica terminal en T.
d. Instrumental quirúrgico y de traumatología.
e. Material de laboratorio: Balanza de precisión, termómetros centígrados, alcoholímetro, densímetro y material de vidrio graduado común.
f. Varios: Recipientes y cubas de gran capacidad (hasta 400 1. de volumen) de mampostería, metal y plásticos; frascos de vidrio de diferentes capacidades, material para montaje de las preparaciones, sierra sinfín comercial, etc.
g. Método: Trabajamos por impregnación de los tejidos con soluciones de diferente composición y propósito, sometiendo al material a pasajes sucesivos por una solución fijadora (solución 1), una solución deshidratante y reveladora de color (solución II) y una solución de conservación (solución III). Las tres actúan por difusión simple.
La solución 1 se empleó por inyección intraarterial y por inmersión. La inyección intraarterial se practicó como método de elección en cadáveres enteros, y ocasionalmente en vísceras aisladas y trozos de cadáveres. En el primer caso se utilizó la vía de la arteria femoral, en inyecciones uni o bilaterales con el equipo referido en c). Los cadáveres ente admiten de 14 a 16 1. de solución, promedio, de acuerdo al desarrollo corporal. Comprobamos el buen relleno con pequeñas incisiones en las palmas y plantas, y tomamos como única precaución ocluir con algodón o gasa los orificios naturales. La inyección se practicó antes de las 72 horas transcurridas desde la muerte cuando el cadáver se encontraba a temperatura ambiente, y dentro de los 7 días si se lo había conservado en cámara frigorífica (temperatura de 0°C a 5° C. En los casos de relleno insatisfactorio se completó el mismo por inyecciones percutáneas.
La inmersión se utilizó en cadáveres eviscerados y trozos de cadáveres aislados, cortes, etc.; también para mantener las piezas en el curso de la di sección. Procuramos despojarlas rápidamente de sus revestimientos cutáneos o conectivos, para facilitar la difusión.
Las soluciones II y III las utilizamos únicamente por inmersión.
Métodos del Museo de Anatomía de Rosario (M.A.R.) 1 y II
MA.R. 1 — 1962
Solución 1
Agua 1.000 cc.
Formol 40% 200cc.
28
Nitrato de Potasio 15 gr.
Acetato de Potasio 30 gr.
Sulfato de Potasio 5 gr. sales en proporción X
Fosfato de Potasio 10 gr.
Cloruro de Sodio 5 gr.
Cuando inyectamos cadáveres enteros esperamos 90 días antes de pro ceder a la disección. Durante la misma conservamos el material en esta so lución. Al sacarlo no lo lavamos y evitamos exponerlo al aire por tiempo prolongado; cuando la disección así lo requería sumergíamos la pieza en solución cada 2 ó 3 horas (esto impide el desecamiento de las superficies y evita su oscurecimiento).
Solución II
Metanol puro 900
Las piezas permanecieron en alcohol hasta el viraje del color.
Solución III
Glicerina pura 2 Vol.
Metanol puro 1 Vol.
Sales en proporción X cada 5 1. de solución
La relación volumen de la pieza / volumen de solución debe ser de 1/10. El tiempo se adecuó a cada pieza.
Luego de este proceso las preparaciones se dejaron escurrir al aire y a la temperatura ambiente durante quince días, completándose posteriormente el montaje de las mismas.
M.A.R. II — 1975
Solución 1
Agua 4.000 cc
Metanol 2.500 cc
Glicerina pura 2.500 cc
Formol 40 % 700 cc
Ácido fénico 300 cc
Amoníaco concentrado 5 cc/It de solución
Acetato de potasio 15 gr./It de solución
Nitrato de potasio 7,5 gr./It de solución
Tiempo de fijación: por inyección 15 días, por inmersión 10 días (para. piezas sin revestimiento cutáneo).
Temperatura ambiente.
Durante la disección se conservó el material en esta solución tomando iguales precauciones que las apuntadas en el método anterior.
Solución II
Metanol o etanol puro (96°)
Tiempo de deshidratación y revelado: hasta el viraje de color, que se produce a las 6 horas, aproximadamente, cuando la relación de volúmenes entre la preparación y el alcohol es de 1/10. Cuando se utilizó el mismo alcohol para procesar varias preparaciones, debió prolongarse el tiempo, por la progresiva degradación del alcohol. Estimativamente los tiempos se prolongaron en un 30% por cada 10° de pérdida del alcohol. No utilizamos alcohol de graduación inferior a 600.
Solución III
Glicerina pura 2 Vol.
Metanol 1 Vol.
Acetato de potasio 5 gr./It, de solución
Nitrato de potasio 2,5 gr./It. de solución
Fosfato de potasio 0,5 gr./It, de solución
Temperatura ambiente.
Tiempo: varía con el volumen del preparado y el tipo de tejido.
Estimamos el tiempo promedio (relación de volúmenes 1/10) en aproximadamente 12 horas. Controlamos constantemente el color y retiramos el preparado cuando observamos oscurecimiento.
Discusión
Nuestro trabajo se realizó empíricamente, tratando de reproducir en las preparaciones las condiciones de los tejidos animales a 48 horas de la muerte.
El primer paso fue la selección de la Técnica de Kaiserling (modificación 1897) de conservación en líquido con preservación de color, a la que tratamos de adaptar a la conservación en seco, reemplazando el agua de sus soluciones por glicerina, suponiendo que esta sustancia —la glicerina— actuaría proporcionando un soporte físico a la preparación. Luego modificamos los componentes salinos agregando sales fuertes, como el Sulfato de potasio y el cloruro de sodio, destinadas a lograr una mejor fijación de las proteínas orgánicas, y utilizamos asimismo el Fosfato de potasio para estabilizar el pH de la solución.
A partir de 1962, el resultado de esta experiencia, el Método M.A.R. 1 fue utilizado sistemáticamente: esto nos permitió observar algunos inconvenientes, sobre todo a mediano y largo plazo, que tratamos de corregir.
Los problemas más importantes los planteaban el color, la retracción y endurecimiento de algunos tejidos y la condensación de humedad.
Con respecto al color se trató de mejorar el color inicial y prevenir en lo posible el oscurecimiento progresivo de las preparaciones. La incorporación de Amoníaco para la fijación de proteínas pigmentadas —particular mente hemoglobina y mioglobina— aplicada en bioquímica para determinación colorimétrica de la hemoglobina, en la solución 1, dio buenos resultados.
Para obtener mayor elasticidad se agregó Ácido fénico y se suprimieron el Sulfato de potasio y el cloruro de sodio, disminuyendo igualmente la proporción de formol. Finalmente, se adicionó a la solución 1 una mezcla de glicerina y Metano!, tratando de favorecer !a impregnación final de los tejidos por estas sustancias.
El problema de la condensación de humedad resultó prácticamente in soluble. Al respecto se realizó una experiencia interesante con Acetato de polivinilo en solución acetonita, pintando en delgada capa algunas preparaciones ya conservadas, los que les proporcionó una cubierta protectora y aislante, que impedía la condensación de agua. Estas pruebas se interrumpieron por falta del citado materia! —que era importado— y por no existir en nuestro mercado una resma sintética de iguales, características.
Todas las modificaciones señaladas fueron introducidas en el M.A.R. II, que comenzó a utilizarse de rutina a partir de 1975.
Resultados
Técnica M.A.R. 1
Se conservaron por este método 470 piezas anatómicas, para las que se emplearon 52 cadáveres enteros inyectados y trozos de otros 46 cadáv res procesados total o parcialmente por inmersión.
De los cadáveres inyectados 6 debieron desecharse por mala fijación, imputable en 4 de ellos a inyección tardía, y en los 2 restantes a errores en la preparación de las soluciones. En 3 cadáveres debieron amputarse extremidades: en 1 ambos pies, en los otros 2 pierna y pie del lado opuesto al inyectado.
Con respecto a los cadáveres tratados por inmersión los datos son me nos precisos, ya que en su mayoría fueron provistos por el Departamento de Anatomía Patológica, previamente eviscerados, llegando a nosotros, en ocasiones, con cierto grado de descomposición, procesándose solamente las partes rescatables.
Para la valoración de los resultados obtenidos tomamos como término de comparación el estado de los tejidos orgánicos en condiciones naturales, a temperatura ambiente, 48 horas después de la muerte.
Conservación: Del total de las preparaciones, 12 debieron desecharse por conservación defectuosa. El motivo más importante de pérdida de material es el deterioro producido por el uso (incluyendo daño intencional). Aproximadamente la tercera parte de las piezas superan actualmente los 10 años, y la mayoría de las restantes tienen entre 5 y 10 años de antigüedad.
Consistencia y elasticidad: Cuando se completa la conservación, la consistencia y elasticidad son diferentes; los tejidos se presentan más duros, con una textura comparable a la de la carne hervida. Con el tiempo se observan cierto endurecimiento y disminución de la elasticidad, poco importantes en los primeros 5 años, más acentuados luego, sin llegar, hasta ahora, a la rigidez.
Volumen: Se produce cierta retracción, que se acentúa con el tiempo. Para tejidos blandos con soporte esquelético la disminución de volumen observada es del 10% promedio, a los 5 años, y del 16% a los 10 años. Este fenómeno es más marcado en vísceras sólidas aisladas, siendo del orden del 15% a los 5 años y de hasta 25% después de los diez.
Relaciones anatómicas: No hemos observado alteraciones importantes, aún en las preparaciones más antiguas.
Color: Constituye el aspecto menos satisfactorio del método. Inicial- mente se observa un viraje global, el rojo hacia el marrón claro, el blanco hacia el amarillo desvaído. Con el tiempo se produce un gradual oscurecimiento, adquiriendo los, músculos, un color marrón oscuro (los tomamos como ejemplo), con pérdida de la diferencia tonal entre distintos tejidos. Este proceso comienza a evidenciarse luego de transcurridos tres años.
Resistencia: Podemos calificarla de muy buena, nuestras piezas han soportado con poco deterioro el uso intenso y generalmente poco cuidadoso de varias promociones estudiantiles.
Técnica M.A.R. II
Se conservaron por este método 33 piezas anatómicas, para las que se emplearon 2 cadáveres enteros inyectados, y trozos de otros 4 cadáveres procesados por inmersión, sin pérdida de material por mala fijación.
Dada la corta experiencia temporal con este procedimiento, nos limitaremos a exponer las diferencias observadas con respecto a la Técnica
M.A.R. 1 en el mismo lapso.
Conservación: Hasta el momento no hemos sufrido pérdidas de mate rial imputables a mala conservación.
Consistencia y elasticidad: Es inicialmente mejor el resultado obtenido, las piezas son más blandas y flexibles.
Volumen: No hemos observado retracción.
Color: El color inicial supera los mejores resultados del método anterior.
En otros aspectos los resultados son asimilables.
Nos referiremos, por último, a algunas características comunes de las dos Técnicas, que creemos necesario señalar, y que son el empleo de drogas comerciales, la sencillez del procedimiento, y, sobre todo, la posibilidad de aplicarlas ‘sin contar con cámaras frigoríficas.
Estos métodos, susceptibles de perfeccionamiento, proponen una solución efectiva al problema de la conservación en seco.


Bibliografía
1. GUIRAO CEA Miguel. Técnica anatómica Primera edición. Editorial Científico médico. Barcelona, 1953.
2. LECHA MARZO Antonio. Tratado de autopsias y embalsamamientos El diagnóstico médico legal en el cadáver. Primera edición. Editorial Los Progresos de la Clínica. Madrid, 1917.
3. FRACASSI. Biología Tomo III, 1934.
4. LINARES H. A. Técnicas de autopsias Bs. As. 1961.
5. PEZZETTI A., GHEZZO Rubén. Conservación en seco del sistema nervioso central Anales del XII Congreso Latinoamericano de Neurocirugía.